| Start | Informacje | Spis treści | Słownik | Przydatne adresy |

3.2 Haploidy i podwojone haploidy

Wynikiem krzyżowania form oddalonych może być tworzenie się niestabilnych układów chromosomów, w wyniku czego w rozwijającym się zarodku chromosomy jednego z rodziców podczas kolejnych podziałów komórkowych ulegają eliminacji. Otrzymuje się więc rośliny, które zawierają jądrowy materiał genetyczny tylko jednego z rodziców i to w ilości gametycznej. Jeśli więc ten rodzic był diploidem, to roślina potomna będzie haploidem, tzn. jej komórki somatyczne zawierać będą liczbę chromosomów typową u tego gatunku dla gamet. Ta metoda otrzymywania haploidów jest stosunkowo często stosowana w przypadku zbóż. Słynna już niemal stała się metoda bulbosum ("bulbozowa?"), polegająca na krzyżowaniu jęczmienia zwyczajnego Hordeum vulgare z Hordeum bulbosum (jako dawcą pyłku). W wyniku eliminacji chromosomów w tym systemie kojarzenia otrzymuje się haploida zawierającego tylko chromosomy Hordeum vulgare. Również w celu otrzymania haploidów przeprowadza się czasem krzyżowanie żyta z Hordeum bulbosum, pszenicy z kukurydzą lub pszenicy linii Salmon z kozieńcem Aegilops caudata.

W tych doświadczeniach zapylenie przeprowadzane jest w warunkach ex vitro (kłosy poddaje się tylko kastracji dla uniemożliwienia niekontrolowanego zapylenia), natomiast po 16 - 18 dniach od zapylenia izoluje się zarodki i umieszcza na jałowej pożywce.

Krzyżowanie międzygatunkowe lub międzyrodzajowe nie zawsze dostarcza haploidów, ale też nie jest jedyną metodą ich otrzymywania. Haploidy otrzymywano także przeprowadzając opóźnione zapylenie (u pszenicy 9-20 dni po usunięciu pylników z pąków kwiatowych), a także w wyniku zapylania kwiatów pyłkiem naświetlonym promieniami X, naświetlania słupków promieniami X lub UV albo w wyniku traktowania słupków substancjami takimi jak kwas maleinowy lub błękit toluidyny. W następstwie tych zabiegów, nie wymagających stosowania kultur in vitro, rozwijają się zarodki partenogenetyczne (z niezapłodnionych komórek jajowych), rzadziej apogamiczne (z innych niż gameta komórek gametofitu, zwykle z synergid). Z kulturami in vitro natomiast ściśle wiążą się dwie następne metody otrzymywania haploidów, stosunkowo często wykorzystywane: a.) regeneracja roślin z hodowanych in vitro pylników, albo z izolowanych mikrospor, czyli niedojrzałych ziaren pyłkowych (androgeneza) b.) hodowla in vitro izolowanych (i niezapłodnionych) zalążków - gynogeneza.

Efektywność androgenezy podnosi się czasami pod wpływem stresów, w związku z tym np. u gatunków rodzaju Brassica pylniki traktuje się przez 16-48 godzin temperaturą 35°C, natomiast pylniki gorczycy, rzodkiewnika, ziemniaka, tytoniu, przed rozpoczęciem właściwej hodowli traktowane są przez kilka dni temperaturą około 6°C. Do regeneracji haploidów często stosuje się pożywkę Murashigego i Skooga (ewentualnie nieznacznie zmodyfikowaną jako Linsmaiera Skooga), czasami B5 Gamborga oraz pożywkę Nitsch i Nitsch. Na wydajność androgenezy wpływa też genotyp rośliny i jej właściwości gatunkowe. Opisano jednak doświadczenia, w których ze 100 pylników otrzymywano nawet do 1000 roślin. U zbóż rośliny otrzymywane w wyniku androgenezy wykazują jednak często zaburzenia syntezy chlorofilu, które nazywamy albinizmem. Jest to jeden z typowych przejawów zmienności gametoklonalnej - odpowiednika zmienności somaklonalnej, występującego w roślinach klonowanych z komórek rozrodczych. Oczywiście na ogół albinizm jest cechą niepożądaną, utrudniającą prawidłowy rozwój roślin, a jednocześnie trudną do kontrolowania.

Gynogeneza natomiast z reguły charakteryzuje się dużo niższą wydajnością niż androgeneza, bo jak wiadomo, kwiaty zawierają znacznie mniej zalążków niż ziaren pyłku. Dotychczas uzyskano to zjawisko u kilkunastu gatunków roślin, wśród których jest np. modrzew, burak, gerbera, tytoń, ryż. Praktyczne znaczenie ma ta metoda głównie u tych gatunków, u których nie udało się uzyskać z zadowalającą wydajnością androgenezy, np. u gerbery i buraka cukrowego.

Haploidy budzą duże zainteresowanie hodowców, między innymi jako materiał do mutagenezy. Łatwiej można u nich wykryć i scharakteryzować mutacje niż u diploidów, u których każdemu zmutowanemu genowi towarzyszy jego niezmieniony allel (allel typu dzikiego). Głównym jednak zastosowaniem haploidów jest otrzymywanie z nich podwojonych haploidów, w wyniku kolchicynowania (działania kolchicyną, por. wyżej) lub działania innymi mutagenami podwajającymi materiał genetyczny. Podwojone haploidy zawierają w komórkach somatycznych diploidalną liczbę chromosomów, ale od zwykłych diploidów istotnie się różnią - są homozygotyczne pod względem wszystkich występujących w nich genów (bo powstają w wyniku wiernej replikacji genomu haploidalnego). Skoro każdy gen wysępuje w nich w dwóch identycznych kopiach, to poddane rozmnażaniu generatywnemu (przez samozapylenie), nie wykazują rozszczepienia cech i wiernie przekazują swoje właściwości potomstwu. Linie podwojonych haploidów wykazują więc właściwości typowe dla ulubionych przez hodowców czystych linii, a przy tym dają się otrzymać w czasie znacznie krótszym, niż w metodzie chowu wsobnego (wielokrotnie powtarzanego samozapylenia). Populacja podwojonych haploidów (różnych linii) wykazuje podobny zakres zmienności fenotypowej jak populacja diploidów, z których je wyprowadzono, jest jednak znacznie mniej zróżnicowana pod względem genotypowym (odpadają wszystkie heterozygoty). Łatwiej jest więc znaleźć interesujący, rzadki genotyp w populacji podwojonych haploidów niż (zwykłych) diploidów, bo jego częstość wśród podwojonych haploidów musi być większa. Uzmysławia to poniższy schemat.

Genotypy potomstwa rośliny heterozygotycznej, poddanej samozapyleniu (dla uproszczenia skupiamy tu uwagę na tylko dwóch spośród kilkudziesięciu tysięcy genów; w populacji podwojonych haploidów otrzymanej z tej rośliny wystąpią tylko te genotypy, które wyróżniono kolorem; im więcej genów się rozpatruje, tym większa jest różnica w liczebności genotypów pomiędzy diploidami a podwojonymi haploidami).

Dzięki wykorzystaniu podwojonych haploidów w hodowli roślin, czas niezbędny do otrzymania nowej odmiany uległ skróceniu, bo skrócił się okres wyprowadzania czystych linii (można to obecnie osiągnąć w ciągu roku). Pozostaje jednak konieczność przeprowadzenia agrobotanicznej oceny wyselekcjonowanych form i to w kilku pokoleniach, w związku z tym cykl hodowany nadal trwa kilka lat (np. 4), lecz nie około dziesięciu, jak to jest przy stosowaniu metod bardziej tradycyjnych.